TÓM TẮT:
Hạt mít là nguồn phế phẩm của ngành công nghệ chế biến thực phẩm, trong hạt mít chứa nguồn tinh bột dồi dào phù hợp cho việc làm giàu tinh bột kháng. Mục tiêu của nghiên cứu này nhằm xác định được những thông số ảnh hưởng đến quá trình làm giàu tinh bột kháng (RS) bằng phương pháp sử dụng enzyme pullulanase (PUL). Kết quả cho thấy, mẫu tinh bột hạt mít làm giàu tinh bột kháng ở điều kiện pH tại 5,0, hoạt độ enzyme là 25U/g, thời gian thủy phân là 20giờ. Hàm lượng tinh bột kháng tăng lên (47,68%±0,175%) (tăng khoảng 1,5 lần so với mẫu ban đầu). Hàm lượng RS gia tăng sau khi làm giàu bằng phương pháp kết hợp enzyme là đáng kể và phù hợp để ứng dụng vào công nghệ chế biến thực phẩm.
Từ khóa: tinh bột kháng (RS), enzyme pullulanase (PUL), tinh bột hạt mít, cắt nhánh AM.
1. Đặt vấn đề
Mít có tên khoa học gọi là Artocarpus heterophyllus, thuộc họ Moraceae, được tìm thấy ở nhiều nơi bao gồm Trung và Đông châu Phi, Đông Nam Á, Caribe, Florida, Brazil và nhiều đảo Thái Bình Dương [1]. Cây mít thường được trồng chủ yếu với mục đích thu hoạch quả mít - loại quả có đặc điểm kích thước lớn và vỏ ngoài có gai. Quả mít bao gồm hai thành phần chính: phần ăn được, bao gồm thịt quả và hạt và phần không ăn được, chứa cùi và múi. Một quả mít chín hoàn toàn có thể có trọng lượng dao động từ 2kg đến 36kg, với chiều dài có thể đạt 90cm. Thông thường mỗi quả mít chứa khoảng 100 đến 500 hạt, chiếm khoảng 8-15% tổng trọng lượng quả. Những hạt này có chiều dài khoảng 2-4cm và chiều rộng 1-2cm[2]. Bên trong hạt mít chứa nhiều loại protein, khoáng chất, vitamin và hàm lượng tinh bột đáng kể, chiếm 60-80% chất khô. Do đó, những hạt này được chế biến bằng cách nướng hoặc đun sôi[3] [4].
Tinh bột có thể được biến đổi thông qua các quy trình kỹ thuật khác nhau để trở nên kháng lại các enzyme tiêu hóa[5]. Những tinh bột biến đổi này được gọi là tinh bột kháng (RS), vì chúng đi qua ruột non mà không bị phân hủy bởi các enzyme tiêu hóa và được chuyển hóa bởi các vi sinh vật trong ruột già[6]. Nhiều nghiên cứu về các phương pháp khác nhau để làm giàu RS, chẳng hạn như quá trình nhiệt ẩm, vi sóng, enzyme và biến đổi hóa học[7]. Tuy nhiên, việc sử dụng enzyme đã được chứng minh là một trong các phương pháp hiệu quả và phổ biến trong việc phá vỡ hoàn toàn hạt, do đó tạo điều kiện tăng sự phân đoạn hoặc hỗ trợ việc sửa đổi các chuỗi AM ngắn thông qua phân cắt enzyme[8]. Enzyme pullulanase được lựa chọn là loại enzyme phổ biến được sử dụng để thủy phân mạch nhánh α-1,6-glycoside tại các phân tử AP là enzyme pullulanase, từ đó làm thay đổi tỷ lệ AM/AP[9]. Trải qua quá trình thoái hóa, có sự tổ chức lại của sự sắp xếp phân tử AM, dẫn đến sự hình thành của một chuỗi xoắn kép ổn định hoặc sự lắp ráp của một cấu trúc tinh thể mới. Điều này đã dẫn đến việc làm giàu tinh bột có khả năng kháng lại enzyme tiêu hóa[10].
Mục tiêu của bài nghiên cứu này là nghiên cứu quy trình làm giàu tinh bột kháng từ tinh bột mít bằng phương pháp enzyme pullulanase (các yếu tố ảnh hưởng như giá trị pH, hoạt độ enzyme, thời gian thủy phân) nhằm tạo ra một nguồn tinh bột kháng có nguồn gốc từ phế phụ phẩm - hạt mít có khả năng thay thế tinh bột thương mại truyền thống. Từ đó, tạo nền tảng cho các nghiên cứu ứng dụng tinh bột hạt mít giàu tinh bột kháng vào các sản phẩm thực phẩm và dược phẩm.
2. Vật liệu và phương pháp nghiên cứu
2.1. Vật liệu
Hạt mít được lấy từ giống mít Thái được cung cấp bởi Công ty TNHH Thương mại Sản xuất Thuận Hương (ấp Tam Bung, xã Phú Túc, huyện Định Quán, tỉnh Đồng Nai). Tinh bột được sản xuất theo phương pháp được mô tả trong nghiên cứu của Wang và cộng sự (2021)[11].
Enzyme được sử dụng là enzyme pullulanase (Distillase ASP enzyme là loại enzyme dùng để thủy phân glucose trong sản xuất nguyên liệu ethanol) (E.C. 3.2.1.41) của Genencor - Hoa Kỳ[12]. Bộ xét nghiệm tinh bột kháng Megazyme được mua từ Megazyme Int. Ireland Ltd., Co. (Wicklow, Ireland). Các hóa chất phân tích khác đều thuộc loại tinh khiết.
2.2. Phương pháp nghiên cứu
2.2.1. Bố trí thí nghiệm
Tinh bột hạt mít được thủy phân bằng enzyme pullulanase theo Miaomiao Shi và cộng sự (2013)[13] với vài sự thay đổi nhỏ. Cân 10g tinh bột cho vào bình nón 250ml, cho thêm 90ml dung dịch đệm sodium acetate pH từ khoảng 4,0 đến 5,0 để đạt được nồng độ cơ chất 10% (w/w). Tiến hành hồ hóa ở nhiệt độ 60oC trong 30 phút, mẫu được thủy phân với enzyme pullulanase có hoạt độ từ 20U/g đến 40U/g ở nhiệt độ 60oC, thời gian thủy phân thích hợp từ 8giờ đến 24giờ. Bất hoạt enzyme bằng 3 lần thể tích cồn 99o, ly tâm 4000 vòng trong 30 phút, mẫu sẽ được tiến hành sấy ở nhiệt độ 45oC trong 2 giờ và tiến hành thoái hóa ở 4oC trong 20 giờ để thu lại tinh bột giàu tinh bột kháng.
2.2.2. Phương pháp phân tích hóa học
Độ ẩm được xác định bằng TCVN 9934:2013 (ISO 1666:1996). Hàm lượng tinh bột kháng RS3 được xác định theo phương pháp AOAC Method 985.29 bằng bộ Kit của Megazyme, trong đó có Amyloglucosidase, dung dịch AMG/PAA để tiến hành thủy phân tinh bột tiêu hóa thành các thành phần hòa tan. Tiến hành kết tủa bằng cồn và rửa lại để loại bỏ những thành phần hòa tan. Sản phẩm cuối được xác định tỷ lệ thu hồi là tỷ lệ khối lượng sản phẩm giàu tinh bột kháng RS3 trên khối lượng tinh bột nguyên liệu ban đầu, tính theo phần trăm khối lượng chất khô[14].
2.2.3. Xử lý số liệu
Thành phần và tính chất của tinh bột mít được phân tích với 3 lần lặp lại. Dữ liệu thử nghiệm đã trải qua phân tích bằng cách sử dụng ANOVA đơn yếu tố để xác định các giá trị trung bình. Việc phân tích được thực hiện bằng phần mềm Minitab 20. Ngoài ra, phần mềm Microsoft Excel 2013 đã được sử dụng để vẽ và minh họa mối tương quan giữa hàm lượng RS và các thông số khảo sát.
3. Kết quả và bàn luận
3.1. Ảnh hưởng pH đến khả năng phân cắt nhánh tạo RS3
Ảnh hưởng của pH đến khả năng phân cắt nhánh tạo RS3 được thể hiện ở Hình 1.
Khi tăng giá trị pH từ 4,0 đến 5,0 thì RS tăng tại pH 5,0 (RS đạt 43,42%) và giảm tại pH 5,5 đến 6,0. Mỗi loại enzyme sẽ có khoảng giá trị pH tối ưu để hoạt động mạnh nhất để thủy phân các mạch nhánh 1,6-glycoside trên mạch phân tử AP. Tại pH 5,0, tối ưu cho quá trình thủy phân của enzyme pullulanase là phù hợp với kết quả nghiên cứu Wu et al, 2009 và Zhang & Jin, 2011, có và theo khuyến cáo của nhà sản suất về khoảng pH tối thích của enzyme Pullulanase[12][15][16]. Tuy nhiên, cũng có các trường hợp sự thủy phân enzyme ở các giá trị pH cao hơn như Kriegshauser & Liebl, 2000[17]. Những sự khác biệt này có thể do sự khác nhau về nguồn nguyên liệu ban đầu, nguồn gốc và độ tinh khiết của loại pullulanase được sử dụng. Vì vậy, giá trị pH phù hợp để cho quá trình thủy phân nhánh của enzyme pullulanase được hiệu quả, chọn giá trị pH 5,0 cho thí nghiệm tiếp theo.
3.2. Ảnh hưởng của hoạt độ enzyme đến hàm lượng RS
Ảnh hưởng của hoạt độ enzyme đến hàm lượng RS3 được thể hiện ở Hình 2.
Hàm lượng tinh bột kháng tăng dần từ mẫu ban đầu (30,5%) đến nồng độ 25U/g (47,066%), sau đó có sự thay đổi ở các mẫu 30U/g, 35U/g, 40U/g không có ý nghĩa thống kê (p<0,05). Ở các hoạt độ enzyme thấp chỉ đủ để thủy phân cách mạch nhánh bên ngoài của AP nên chủ yếu là tăng các nhánh A. Các nhánh A lại ít tạo xoắn kép nên làm cho hàm lượng RS tăng chậm. Ở các hoạt độ enzyme cao hơn thì có thể thủy phân các mạch nhánh của AP làm thay đổi tỷ lệ của AM/AP, tỷ lệ AM tăng lên dẫn đến khi thoái hóa tạo ra những xoắn kép làm tăng hàm lượng RS hiệu quả. Từ kết quả trên có hàm lượng RS phù hợp với các số liệu của Lertwanawatana (2015)[18] và Mutlu (2018) đối với mẫu tinh tinh bột bắp [19]. Vì vậy, để đảm bảo được hoạt độ enzyme tối ưu cho quá trình thủy phân nhánh của enzyme pullulanase được hiệu quả, chọn hoạt độ enzyme 25U/g cho thí nghiệm tiếp theo.
3.3. Ảnh hưởng của thời gian thủy phân của enzyme pullulanase
Ảnh hưởng của thời gian thủy phân của pullulanase đến hàm lượng RS3 được thể hiện ở Hình 3.
Hàm lượng RS tăng dần khi thời gian thủy phân tăng từ 0 giờ đến 20 giờ đạt giá trị cao nhất là 47,68%±0,175% và có dấu hiệu giảm khi thời gian thủy phân tăng thêm ở mốc 24 giờ. Vì enzyme pullulanase thủy phân các nhánh AP dẫn đến việc làm tăng sự liên kết hoặc tập hợp phân tử, do đó dẫn đến hình thành cấu trúc kết tinh của tinh bột kháng. Khi tăng thời gian thủy phân, khả năng cắt nhánh AM tăng[20]. Khi thời gian thủy phân tiếp tục tăng dẫn đến enzyme thủy phân liên kết 1,6-glycoside của mạch AM dẫn đến mạch AM quá ngắn không thể tạo thêm RS. Kết quả trên phù hợp với các kết quả của Gorecki trên tinh bột yến mạch[21] hay Li trên tinh bột gạo[22]. Vì vậy, thời gian thủy phân 20 giờ được lựa chọn để thực hiện việc làm giàu tinh bột kháng bằng enzyme.
4. Kết luận
Sản phẩm tinh bột hạt mít giàu tinh bột kháng có thể được sản xuất thông qua việc thủy phân bằng enzyme Pullulanase. Các kết quả thực nghiệm đã xác định được điều kiện tối ưu tiền xử lý thủy phân bằng enzyme pullulanase ở pH 5,0; hoạt độ enzyme là 25U/g; thời gian thủy phân enzyme là 20 giờ tương ứng hàm lượng tinh bột kháng RS đạt 47.68%±0.175% sau quá trình thủy nhiệt. Từ đó, tạo ra tiền đề cho các nghiên cứu ứng dụng tinh bột hạt mít giàu tinh bột kháng vào các sản phẩm thực phẩm và dược phẩm.
Lời cám ơn: Trân trọng cám ơn Trường Đại học Công Thương Thành phố Hồ Chí Minh đã hỗ trợ kinh phí, trang thiết bị, cơ sở vật chất để nhóm nghiên cứu thực hiện được đề tài này. Bài báo này là một phần thuộc đề tài nghiên cứu khoa học cấp Trường, năm học 2023 - 2024 (Số hợp đồng 176/HĐ-DCT, ngày 31/08/2023).
TÀI LIỆU THAM KHẢO:
[1] A. U. Khan et al., “A Review on Importance of Artocarpus heterophyllus L. (Jackfruit),” J. Multidiscip. Appl. Nat. Sci., vol. 1, no. 2, pp. 106-116, 2021, doi: 10.47352/jmans.v1i2.88.
[2] Y. Zhang et al., “Jackfruit starch: Composition, structure, functional properties, modifications and applications,” Trends Food Sci. Technol., vol. 107, pp. 268-283, Jan. 2021, doi: 10.1016/J.TIFS.2020.10.041.
[3] C. Goswami and R. Chacrabati, “Jackfruit (Artocarpus heterophylus),” Nutr. Compos. Fruit Cultiv., pp. 317–335, Jan. 2016, doi: 10.1016/B978-0-12-408117-8.00014-3.
[4] O. Prakash, R. Gupta, and B. Banarasi, “Artocarpus heterophyllus (Jackfruit): An overview,” 2017.
[5] P. Lertwanawatana, R. A. Frazier, and K. Niranjan, “High pressure intensification of cassava resistant starch (RS3) yields,” Food Chem., vol. 181, pp. 85–93, Aug. 2015, doi: 10.1016/J.FOODCHEM.2015.02.005.
[6] X. P. Hu, T. T. Huang, J. Q. Mei, Z. Y. Jin, X. M. Xu, and H. Q. Chen, “Effects of continuous and intermittent retrogradation treatments on in vitro digestibility and structural properties of waxy wheat starch,” Food Chem., vol. 174, pp. 31–36, May 2015, doi: 10.1016/J.FOODCHEM.2014.11.026.
[7] H. Englyst, H. S. Wiggins, and J. H. Cummings, “Determination of the non-starch polysaccharides in plant foods by gas-liquid chromatography of constituent sugars as alditol acetates,” Analyst, vol. 107, no. 1272, pp. 307–318, Jan. 1982, doi: 10.1039/AN9820700307.
[8] Y. H. Leong, A. A. Karim, and M. H. Norziah, “Effect of Pullulanase Debranching of Sago (Metroxylon sagu) Starch at Subgelatinization Temperature on the Yield of Resistant Starch,” Starch - Stärke, vol. 59, no. 1, pp. 21–32, Jan. 2007, doi: 10.1002/STAR.200600554.
[9] J. He, J. Liu, and G. Zhang, “Slowly digestible waxy maize starch prepared by octenyl succinic anhydride esterification and heat-moisture treatment: Glycemic response and mechanism,” Biomacromolecules, vol. 9, no. 1, pp. 175–184, Jan. 2008, doi: 10.1021/BM700951S/ASSET/IMAGES/MEDIUM/BM-2007-00951S_0012.GIF.
[10] C. K. Reddy, M. Suriya, and S. Haripriya, “Physico-chemical and functional properties of Resistant starch prepared from red kidney beans (Phaseolus vulgaris.L) starch by enzymatic method,” Carbohydr. Polym., vol. 95, no. 1, pp. 220–226, Jun. 2013, doi: 10.1016/J.CARBPOL.2013.02.060.
[11] K. T. Wong, G. Y. Y. Poh, K. K. T. Goh, M. S. M. Wee, and C. Jeyakumar Henry, “Comparison of physicochemical properties of jackfruit seed starch with potato and rice starches,” Int. J. Food Prop., vol. 24, no. 1, pp. 364–379, Jan. 2021, doi: 10.1080/10942912.2021.1885439.
[12] P. Information, “Distillase asp.”
[13] M. Shi, Y. Chen, S. Yu, and Q. Gao, “Preparation and properties of RS III from waxy maize starch with pullulanase,” Food Hydrocoll., vol. 33, no. 1, pp. 19–25, 2013, doi: 10.1016/j.foodhyd.2013.02.018.
[14] J. N. BeMiller, “Megazyme Resistant Starch Kit,” Food Eng. Ser., vol. 19, pp. 153–183, 2020.
[15] H. Zhang and Z. Jin, “Preparation of products rich in resistant starch from maize starch by an enzymatic method,” Carbohydr. Polym., vol. 86, no. 4, pp. 1610–1614, Oct. 2011, doi: 10.1016/J.CARBPOL.2011.06.070.
[16] S. Wu, H. Chen, Q. Tong, X. Xu, and Z. Jin, “Preparation of maltotriose by hydrolyzing of pullulan with pullulanase,” Eur. Food Res. Technol., vol. 229, no. 5, pp. 821–824, Aug. 2009, doi: 10.1007/S00217-009-1118-9/METRICS.
[17] G. Kriegshäuser and W. Liebl, “Pullulanase from the hyperthermophilic bacterium Thermotoga maritima: purification by β-cyclodextrin affinity chromatography,” J. Chromatogr. B Biomed. Sci. Appl., vol. 737, no. 1–2, pp. 245–251, Jan. 2000, doi: 10.1016/S0378-4347(99)00373-4.
[18] P. Lertwanawatana, R. A. Frazier, and K. Niranjan, “High pressure intensification of cassava resistant starch (RS3) yields,” Food Chem., vol. 181, pp. 85–93, Aug. 2015, doi: 10.1016/J.FOODCHEM.2015.02.005.
[19] S. Mutlu, K. Kahraman, S. Severcan, and S. Öztürk, “Modelling the Effects of Debranching and Microwave Irradiation Treatments on the Properties of High Amylose Corn Starch by Using Response Surface Methodology,” Food Biophys., vol. 13, no. 3, pp. 263–273, Sep. 2018, doi: 10.1007/S11483-018-9532-9/METRICS.
[20] X. H. Zhao and Y. Lin, “The impact of coupled acid or pullulanase debranching on the formation of resistant starch from maize starch with autoclaving–cooling cycles,” Eur. Food Res. Technol. 2009 2301, vol. 230, no. 1, pp. 179–184, Sep. 2009, doi: 10.1007/S00217-009-1151-8.
[21] A. R. Górecki, W. Błaszczak, J. Lewandowicz, J. Le Thanh-Blicharz, and K. Penkacik, “Influence of High Pressure or Autoclaving-Cooling Cycles and Pullulanase Treatment on Buckwheat Starch Properties and Resistant Starch Formation,” Polish J. Food Nutr. Sci., vol. 68, no. 3, pp. 235–242, Sep. 2018, doi: 10.1515/PJFNS-2018-0001.
[22] H. Li, J. Li, Y. Xiao, B. Cui, Y. Fang, and L. Guo, “In vitro digestibility of rice starch granules modified by β-amylase, transglucosidase and pullulanase,” Int. J. Biol. Macromol., vol. 136, pp. 1228–1236, Sep. 2019, doi: 10.1016/J.IJBIOMAC.2019.06.111.
A study on the process to enrich resistant starch from jackpack seed starch (artocarpus heterophyllus) by the enzyme pullulanase method
Dao Van Thai Kiet1
Vu Thi Huong1
Tran Minh Tu1
Tran Huynh Bao Giang1
Le Huynh Bao Han1
1Faculty of Food Science And Technology, Ho Chi Minh City University of Industry And Trade
Abstract:
Jackfruit seeds are a by-product of the food processing industry, and they contain a rich source of starch that is suitable for enriching resistant starch. This study determined the parameters that affect the enrichment of resistant starch (RS) using the pullulanase enzyme (PUL). The results showed that jackfruit seed starch was enriched with RS under conditions of pH 5.0, enzyme activity of 25U/g, and hydrolysis time of 20 hours. The resistant starch content increased 47.68%±0.175% (an increase of about 1.5 times compared to the initial sample). The increase in RS content after enrichment by the enzyme combination method was significant and suitable for application in food processing technology.
Keyword: resistant starch (RS), pullulanase enzyme, jackfruit seed starch, AM branching
[Tạp chí Công Thương - Các kết quả nghiên cứu khoa học và ứng dụng công nghệ, Số 17 tháng 7 năm 2024]
